Występowanie toksyn sinicowych w wodach powierzchniowych ujmowanych na potrzeby komunalne

Nadmierny wzrost fitoplanktonu powoduje tzw. rozkwit wody. Zjawisko to sprawia, że woda nie nadaje się do celów konsumpcyjnych i rekreacyjnych. Wśród organizmów rozmnażających się w wodzie są cyjanobakterie. Zainteresowanie tymi organizmami wynika z toksyn, które wytwarzają. Niniejsza publikacja jest przeglądem literatury na temat rodzajów toksyn, metod ich określania i usuwania ze zbiorników wodnych.

1. Wstęp

Wraz z rozwojem cywilizacyjnym postępuje zjawisko zanieczyszczania środowiska. Przez długi czas w kręgu zainteresowań ekologów i analityków zajmujących się problemami zanieczyszczenia wody znajdowały się związki wprowadzane do środowiska w wyniku przemysłowej i rolniczej działalności człowieka, takie jak: dioksyny, WWA, pestycydy, metale ciężkie oraz pozostałości leków i ich metabolity, czyli tzw. zanieczyszczenia antropogenne. Zwrócono też uwagę na zanieczyszczenie spowodowane wzbogacaniem wód w pierwiastki zwiększające żyzność (Na, K, N, P), powodujące niekontrolowany wzrost fitoplanktonu, w wyniku czego następuje tzw. zakwit wody, podczas którego dochodzi do intensywnego namnażania się w wodzie licznych gatunków sinic, glonów, zielenic, okrzemek oraz innych tego typu mikroorganizmów. Proces ten sprawia, że na powierzchni akwenów wodnych można zaobserwować tak zwany kożuch, składający się z kolonii tych mikroskopijnych organizmów żywych, co powoduje, że woda jest niezdatna do spożycia, a nawet dla celów rekreacyjnych. Występują one powszechnie na całym świecie w zbiornikach zarówno słonowodnych, jak i słodkowodnych, w rzekach, a nawet źródłach termalnych. Znane są też nieliczne gatunki związane ze środowiskiem lądowym, czy nawet tak specyficznymi warunkami, jak np. systemy klimatyzacyjne [Oren 2011; Seckbach 2007].

Cyjanobakterie, czyli sinice, to gromada organizmów samożywnych, dawniej uznawanych za rośliny, według nowszej taksonomii zaliczanych do Procariota, czyli bezjądrowych (bakterie fotosyntezujące). Należą do grupy organizmów cechujących się bardzo prostą strukturą komórki. Kwas dezoksyrybonukleinowy w postaci poskręcanej nici, zawierający informację genetyczną, znajduje się bezpośrednio w cytoplazmie. Komórki sinic nie zawierają jądra i chromosomów, dlatego nie zachodzą w nich takie podziały jak mitoza i mejoza.

Wielkością sinice zbliżone są do bakterii, ich rozmiar waha się w granicach 0,5÷50 μm, a masa mieści się w granicach 5,10-12÷6,10-11 g [Krawczyk 2016]. Specyficznym metabolitem sinic są toksyny, które należą do tzw. Metabolitów wtórnych sinic (Cyanoprokaryota). Są to substancje, które nie są konieczne do życia komórki, lecz najczęściej zapewniają jej przewagę ekologiczną. Nie wszystkie sinice produkują toksyny. Gatunki powodujące zakwity również nie zawsze są toksyczne,widoczna ich duża ilość na powierzchni wody nie świadczy o jej toksycznych właściwościach. Może się również zdarzyć sytuacja, że woda nie wykazuje charakterystycznych cech zakwitu (zmieniony kolor, zapach), natomiast toksyny są w niej obecne.

Same toksyny są bezbarwne i bezwonne, więc bezpośrednio niemożliwe jest ich zaobserwowanie [Ward 2013]. Przyczyny zainteresowania badaniami cyjanobakterii które powodują zakwit akwenów wodnych mogą być dwojakie. Po pierwsze, stanowią one zagrożenie dla zdrowia, a nawet życia ludzi i zwierząt, ze względu na silne działanie toksyczne i kancerogenne uwalnianych przez nie toksyn sinicowych.

Na przestrzeni lat zanotowano liczne przypadki zatruć (również śmiertelnych) na skutek kontaktu z wodą podczas zakwitu, czy też jej spożycia. Ponadto wykazują one szkodliwy wpływ na środowisko. Silne zakwity glonów są przyczyną deficytu tlenu w zbiorniku wodnym, co stanowi poważne zagrożenie dla życia zwierząt wodnych. Z drugiej strony sinice uważane są za pierwsze mikroorganizmy, które były zdolne do przeprowadzenia procesu fotosyntezy, a więc przyczyniły się do ewolucji życia na Ziemi, produkując niezbędny do życia tlen. Można powiedzieć, że stanowią „fabryki” zielonych związków chemicznych. Należy bowiem pamiętać, że istnieją nie tylko cyjanotoksyny stanowiące zagrożenie dla życia organizmów żywych, ale również takie, które mogą być wykorzystywane farmakologicznie, trwają badania nad ich wykorzystaniem do produkcji leków przeciwko różnym chorobom, w tym przeciwko chorobie Alzheimera.

Innym przykładem jest gatunek sinic z rodzaju Spirulina, który nie dość, że nie wykazuje właściwości toksycznych, to w wielu krajach wykorzystywany jest jako składnik wzbogacający dietę.

Cyjanotoksyny zdecydowanie stanowią nowo powstającą dziedzinę badań, dlatego, żeby w pełni zrozumieć możliwe ich wykorzystanie potrzebne są liczne badania, które umożliwią opracowanie technologii i procesów pozwalających na ich wykorzystanie w przemyśle [Haque 2017].

2. Związki toksyczne produkowane przez sinice

Negatywny wpływ na środowisko jest szczególny, gdy zakwit tworzą gatunki zdolne do syntezy związków toksycznych (tab. 1).

Rozrost sinic i częstotliwość występowania wzrastają, podążając za działaniami antropogenicznymi i zmianami klimatycznymi [Funari 2012; Paerl 2013]. Przykładem tego mogą być występujące intensywne opady i powodzie powodujące rozprzestrzenianie mikrocystyn produkujących Microcystins (MC) w ujściach rzek w USA, w Chinach zaobserwowano rozprzestrzenianie cyjanobakterii z zakładów produkcji rybnej i innych obiektów gospodarki wodnej [Funari 2012]. Wydłużone okresy suche, z parowaniem przekraczającym opady, powodowały zwiększenie ilości słonawych wód gruntowych niezbędnych aby utrzymać poziom wody w jeziorach, co zwiększyło zasolenie jezior sprzyjające dyfuzji toksycznej cyjanobakterii, takiej jak Nodularia spumigena w subtropikalnej Australii [McGregor 2012].

Według doniesień literaturowych, wśród toksyn sinicowych uwalnianych podczas zakwitu wód najczęściej oznaczana jest MC-LR, mikrocystyna należąca do grupy hepatotoksyn. Ponadto mikrocystyny obecne są w większości zakwitów zbiorników wodnych na całym świecie. Spotkać je można w sześćdziesięciu, a nawet dziewięćdziesięciu procentach zakwitów [Jurczak 2003].

Nodularia spumigena jest jednym z najczęściej występujących gatunków. Występowanie tego gatunku jest szerokie; występuje w Morzu Bałtyckim, tworzy on zakwity w estuariach i słonawych jeziorach Australii i Nowej Zelandii, a także słonych jeziorach i lagunach USA, Meksyku i Urugwaju. Jest ona głównym producentem biotoksyn w Bałtyku. Choć w środowisku tym występuje wiele form morfologicznych tego gatunku, różniących się rozmiarami komórek i kształtem nici, wszystkie dotychczas badane szczepy cechuje zdolność syntezy związku o nazwie nodularyna (NOD) (rys. 1). Jest ona cyklicznym peptydem zbudowanym z pięciu aminokwasów, z których część syntezowanych jest jedynie przez sinice [Sivonen 1989]. Nodularia spumigena jest jedynym znanym obecnie organizmem, który taką zdolność posiada.

W trakcie zakwitu Nodularia spumigena odnotowuje się dużą różnorodność zarówno w rozkładzie skupisk sinicowych, jak i w stężeniu toksyn. Według Kankaanpaa, w wodach powierzchniowych północnego Bałtyku notowano stężenie toksyny w zakresie 0,074÷2,45 μg/dm³ [Kankaanpaa 2009].

W próbkach fitoplanktonu z Cieśnin Duńskich zmierzone wartości stężeń sięgały 565 μg/dm³. W wodach przybrzeżnych Zatoki Gdańskiej okresowo skupiska cyjanobakaterii formują gruby kożuch, a stężenie nodularyny osiąga wartość nawet ponad 25 000 μg/dm³ [Mazur 2006]. W otwartych wodach, ze względu na mniejszą liczebność komórek, wartości te nie przekraczają kilku mikrogramow w litrze [Repka 2004].

W przeliczeniu na biomasę Nodularia spumigena, stężenia nodularyny są zwykle wyższe niż innych toksyn produkowanych przez cyjanobakterie. Najwyższe stężenie tej toksyny w suchej masie wynosiło 18,1 mg/g s.m. Natomiast średnie wartości oznaczone w trakcie zakwitu, o różnym udziale toksycznego gatunku Nodularia spumigena, zawierały się w zakresie od poniżej 0,1 mg/g do 6,0 mg/g [Silvonen 1989]. Wykazano, że poszczególne szczepy cyjanobakterii charakteryzują się różnym tempem biosyntezy nodularyny.

Nodularyna należy do silnych hepatotoksyn, czyli związków uszkadzających komórki wątroby. Wartość dawki śmiertelnej (LD50) w testach na myszach wynosi 50 μg/kg. Doświadczenia na zwierzętach wykazały kancerogenne działanie tego związku [Ohta 1994; Falconer 1996].

Bałtyckie szczepy Nodularia spumigena produkują 11 rożnych form nodularyny, jednak ich ilość i toksyczność są mniejsze niż głównej formy określanej niekiedy jako NOD-R [Mazur 2009].

Szacuje się, że nodularyna stanowi ponad 90% puli sincowych hepatotoksyn w Bałtyku [Kankaanpaa 2009]. Pozostałe związki z tej grupy, to głównie mikrocystyny (MC; LD50 = 50÷1200 μg/kg) o strukturze i toksyczności podobnej do nodularyny. Natomiast w próbkach z zakwitów sinic Aphanizomenon flosaquae i Nodularia spumigena zidentyfikowano inną neurotoksynę – β-N-metyloamino-L-alaninę (BMAA) [Jonasson 2010].

Występowanie tego związku w ekosystemie wyspy Guam na Pacyfiku łączy się z wysokim wskaźnikiem zapadalności na choroby neurodegeneracyjne wśród lokalnej ludności [Cox 2003]. Ponadto, w większości sinic obecne są związki z grupy lipopolisacharydow (LPS). Kontakt z LPS może wywoływać u ludzi i zwierząt objawy typowe dla grypy: stany gorączkowe, dreszcze, kaszel, ból gardła. Oszacowano [Kankaanpaa 2009], iż w Bałtyku sinice produkują w ciągu roku około 1000÷40000 razy więcej toksyn niż wynosi całkowity ładunek antropogenicznych zanieczyszczeń organicznych, takich jak PCB czy DDT. Obecnie uważa się, że czynniki takie jak temperatura, intensywność promieniowania słonecznego czy stężenie soli odżywczych mają niewielki wpływ na produkcję związków szkodliwych przez sinice [Kurmayer 2009]. Czynniki te mogą natomiast stymulować masowy rozwój sinic toksycznych i tym samym powodować zwiększenie stężenia toksyn w wodzie.

Najbardziej wrażliwe na działanie toksyn sinicowych są stałocieplne kręgowce, w związku z czym bezpośredni kontakt człowieka z kwitnącą wodą prowadzić może do licznych powikłań zdrowotnych. Niebezpieczne dla zdrowia jest również spożywanie ryb i bezkręgowców wodnych (krewetki, małże, ślimaki) odżywiających się fitoplanktonem, poławianych w ekosystemach podatnych na zakwity sinic [Duy 2000].

Nasza wiedza o szkodliwości związków produkowanych przez sinice oparta jest głównie na wynikach doświadczeń laboratoryjnych prowadzonych na organizmach testowych lub w testach in vitro, znacznie mniej wiemy o skutkach ekosystemowych lub wpływie toksycznych zakwitów na człowieka. Ze względu na ich strukturę chemiczną wyróżniamy trzy grupy związków:

1)            lipopolisacharydy (LPS);

2)            alkaloidy, do których zaliczamy cylindrospermopsynę i neurotoksyny;

3)            cykliczne peptydy, do których należą mikrocystyny i nodularyny [Msagati 2006].

3. Charakterystyka poszczególnych grup toksyn

3.1. Neurotoksyny

Pod względem budowy chemicznej neurotoksyny należą do grupy alkaloidów. Wśród neurotoksyn wyróżniamy dwie grupy związków, a mianowicie anatoksyny, do których zaliczamy: anatoksynę-a, anatoksynę-a(S) oraz hemoanatoksynę-a. Z kolei drugą grupą należącą do neurotoksyn są saksitoksyny. Grupa ta liczy w przybliżeniu 30 izomerów trialkilotetrahydropuryn.

Anatoksyna-a to dwucykliczna amina, charakteryzująca się masą cząsteczkową 165 Da. Ciekawostką jest to, że jej struktura jest analogiczna do struktury kokainy. Homologiem anatoksyny-a jest hemoanatoksyna-a. Różnica w strukturze tych toksyn polega na tym, że hemoanatoksyna-a zamiast grupy acetylowej zawiera grupę propionylową. Ponadto różnią się one również liczbą gatunków sinic, które mogą je uwalniać. Anatoksyna-a może być uwalniana przez dużo większą liczbę gatunków sinic, w porównaniu do hemoanatoksyny-a, która właściwie może być uwolniona tylko przez szczep Oscillatoria formosum [Namikoshi 2003]. Do tej pory nie odnotowano żadnych przypadków zatruć anatoksynami, a jedynie wykryto ich obecność w różnego typu suplementach diety [Rellan 2009]. Anatoksyna-a(S) charakteryzuje się masą cząsteczkową 252 Da i należy do grupy estrów, a dokładniej jest to ester N-hydroksyguanidyno-metylo-fosforanowy. Toksyna ta syntezowana jest przez dwa szczepy cyjanobakterii: Anabaena flosaquae i Anabaena lemmermanni [Chorus 1999].

Drugą wspomnianą grupą są saksitoksyny (STX) należące do alkaloidów. Toksyny te wydzielane są przez sinice pochodzące z gatunków morskich. Saksitoksyny należą zatem do toksyn morskich, wywołują paraliż [Llewellyn 2006]. STX wykazują zarówno działanie cytotoksyczne, jak i dermatotoksyczne. Jako przykład zatrucia można tu podać bóle brzucha czy wysypki skórne, jakie pojawiły się u dzieci w Finlandii na skutek kąpieli w jeziorze zawierającym dany gatunek cyjanobakterii [Rapala 2005].

3.2. Cytotoksyny

Toksyną reprezentującą tę grupę jest cylindrospermopsyna. Jej masa cząsteczkowa wynosi 415 Da. Pod względem budowy chemicznej należy ona do alkaloidów, a dokładnie jest to alkaloid trójpierścieniowy zawierający grupę guanidową, która połączona jest z grupą hydroksymetylouracylową [Ohtani 1992]. Toksyna ta charakteryzuje się wysoką odpornością zarówno na różne wartości pH, jak i na szeroki zakres temperatur. Wysoka temperatura wody, a nawet jej gotowanie, nie doprowadzi do usunięcia cylindrospermopsyny. Jest ona również odporna na światło o różnej intensywności [Chiswell 1999].

Cylindrospermopsyna magazynuje się przede wszystkim w tkankach różnego gatunku małży oraz raków [Chorus 1999]. W przeważającym stopniu toksyna ta wykazuje działanie hepatotoksyczne, ale częściowo również neurotoksyczne i cytotoksyczne [Runnegar 1995].

Pierwsze naukowe doniesienia na temat zatrucia cylindrospermopsyną zostały odnotowane w Australii, w Palm Island (1979 r.). Aż 148 dzieci trafiło do szpitala z objawami zatrucia pokarmowego na skutek zakwitu szczepu cyjanobakterii Cylindrospermium Raciborskii w źródle stanowiącym punkt czerpania wody pitnej [Bourke 1983].

3.3. Hepatotoksyny

Do hepatotoksyn zaliczamy dwa rodzaje związków chemicznych, a mianowicie mikrocystyny oraz nodularyny. Mikrocystyny należą do cyjanotoksyn najczęściej spotykanych podczas zakwitów wód. Według doniesień literaturowych w 60÷90% zakwitów wód wykryto właśnie mikrocystyny [Jurczak 2003].

Mikrocystyny o masie cząsteczkowej w granicach 900÷1100 Da, to związki składające się z 7 aminokwasów. Charakterystycznym elementem budowy tych związków, odpowiedzialnym za ich toksyczne działanie jest kwas(2S,3S,8S,9S,4E,6E)-3-amino – 9 – metoksy-2 , 6 , 8 – trimetylo -10 – fenylodeka-4 , 6 – dienowy – Adda, który może występować w blisko 90 różnych strukturach o różnej toksyczności [Carmichael, 2001]. Mikrocystyny stanowią bardzo obszerną grupę związków. Scharakteryzowano ponad 70 struktur mikrocystyn [Codd 2005].

Nodularyny to toksyny uwalniane przez sinice słodkowodne z rodzaju Nodularia spumigena [Chorus, 2000]. Zarówno nodularyny, jak i mikrocystyny akumulują się w organizmach żywych. Obecność mikrocystyn stwierdzono w tkankach małży, ślimaków, w rybach. Z kolei nodularyny spotykane są w rybach, takich jak flądra, dorsz, w małżach czy krewetkach [Sipi 2001]. Podobnie jak w przypadku cytotoksyn, hepatotoksyny nie ulegają zniszczeniu pod wpływem wysokiej temperatury, np. podczas gotowania, dochodzi jedynie do ich rozdziału pomiędzy mięsem, a wodą, w której jest ono gotowane [Van Buynder 2001].

3.4. Dermatotoksyny

Ostatnią omawianą grupą są dermatotoksyny, do których należą aplysiotoksyny, debromoaplysiotoksyny, lyngbyatoksyny oraz lipopolisacharyd. Lyngbyatoksyny należą do grupy alkaloidów indolowych. Znana jest lungbyatoksyna-a, -b, -c, wydzielana przede wszystkim przez sinice Lyngbya. Są to związki o masie cząsteczkowej 437 Da [Ito 2002]. Lyngbyatoksyna może silnie podrażniać skórę oraz powodować jej zapalenia, natomiast po połknięciu powoduje silne zapalenia przełyku, a także przewodu pokarmowego [Chorus 1999].

Aplysiatoksyny i debromoaplysiatoksyny o masie cząsteczkowej odpowiednio 671 Da oraz 592 Da to związki, które można wyizolować z mięczaków Stylocheilus. Jednak nie akumulują się one w tkankach zwierząt. Bezpośredni ich kontakt ze skórą powoduje powstawanie pęcherzy, wyprysków. Związki takie mogą przyczyniać się do powstawania nowotworów.

Zdecydowanie wykazują one działanie toksyczne. Jako przykład można podać zatrucie krasnorostami Gracilaria coronopifolia na Hawajach (1994 r.). Obserwowano takie objawy jak: silna biegunka, zapalenie gardła oraz jamy ustnej. Podobna sytuacja miała miejsca w Okinawie czy Kalifornii, obie związane ze spożyciem tych alg [Nagai 1996].

Ostatnim związkiem należącym do tej grupy jest lipopolisacharyd. Jest on spotykany w wielu komórkach sinic, a jego toksyczność zależy od gatunku cyjanobakterii, w którym jest obecny. Związek ten wywołuje reakcje alergiczne, podrażnia oczy, skórę, wywołuje biegunki [Stewart 2008].

4. Uwalnianie toksyn sinicowych oraz czynniki wpływające na ilość uwalnianych toksyn

Istotny jest fakt, że cyjanotoksyny nie są tak zwyczajnie uwalniane do środowiska przez sinice. Zlokalizowane są w ich cytoplazmie i dopiero po śmierci sinic, na skutek rozerwania błon komórkowych cyjanobakterii, dochodzi do ich uwolnienia [Wiegand 2005]. Fakt, iż na powierzchni zbiornika wodnego obserwujemy niezliczone ilości tych mikroskopijnych organizmów w żadnym stopniu nie musi świadczyć o toksycznym charakterze wody.

Przeprowadzono szereg badań na temat wpływu poszczególnych czynników środowiskowych na wydzielanie toksyn sinicowych. Rezultaty otrzymane przez poszczególnych autorów często różnią się, a nawet są zupełnie przeciwstawne. Niektóre z nich opierają się na założeniu, iż maksymalnie możliwa do uwolnienia ilość toksyn zachodzi, gdy podłoże rozwoju sinic spełnia odpowiednie warunki, tzn. gdy organizmy cudzożywne, a więc heterotrofy mają wystarczający dostęp do składników pokarmowych, organizmy samożywne (autotrofy) dostęp do soli mineralnych, światła, a także, gdy wilgotność oraz temperatura są odpowiednie dla danego gatunku sinic.

Tak postawione założenie potwierdza m.in. doświadczenie zrealizowane przez Sivonen [1990] z wykorzystaniem szczepu cyjanobakterii Planktothrix agardhii. Z kolei inni autorzy twierdzą, iż wydzielanie cyjanotoksyn to odpowiedź na czynniki stresowe, z jakimi spotykają się organizmy żywe w środowisku. W tym miejscu jako przykłady eksperymentów potwierdzających postawioną hipotezę można podać doświadczenia przeprowadzone przez Carmichaela [1986]. Również na tym założeniu bazowały eksperymenty wykonane przez van der Westhuizena i Eloffa [1983], czy też Lukaca i Aegertera [1993]. Lukac i Aegerter testowali wpływ jonów żelaza jako czynnika stresowego, stwierdzając, iż wzrost komórek cyjanobakterii zachodził w wolnym tempie, podczas nieobecności, a także przy niskim stężeniu tychże jonów (tj. < 2,5 μM) w środowisku, ale warunki te zwiększały z kolei syntezę toksyn o 20÷40% w odniesieniu do próby kontrolnej. Van der Westhuizen i Eloff zajmowali się wpływem pH środowiska wodnego, w którym wzrastały komórki sinic z rodzaju Microcystis aeruginosa, na stopień toksyczności jaki wykazywały w różnych jego wartościach. Badania przeprowadzono na myszach. Autorzy stwierdzili, iż komórki danych cyjanobakterii wykazywały większą toksyczność dla myszy, gdy ich wzrost zachodził przy pH niższym oraz wyższym od uznanego za optymalne [Westhuizen 1983].

5. Oznaczanie cyjanotoksyn w środowisku wodnym

Pojawia się więc pytanie – skoro sinice są tak ważne w rozwoju środowiska, dlaczego stanowią zagrożenie? Mimo, iż sinice mogą odegrać ważną rolę chociażby w przemyśle farmaceutycznym, te same związki wykazują również silne działanie toksyczne. Toksyczność cyjanotoksyn LD50 jest bardzo wysoka [Buratti 2017] i wynosi:

• MC-LR 32,5 – 158 μg/kg,
• MC-RR 111 – 650 μg/kg;

dla porównania LD50 dla strychniny wynosi 500 μg/kg.

Mikroorganizmy te potrafią bardzo szybko namnożyć się w zbiorniku wodnym, bowiem wykazują odporność na wszelkiego typu zmiany pH, deficyty tlenu, a także zanieczyszczenie akwenu wodnego. Posiadają zdolność łatwego przyswajania rozpuszczonych w wodzie składników organicznych. Szkodliwe działanie toksyn sinicowych nie ulega wątpliwości. Ich oznaczanie w wodach stanowi poważny problem dla stacji uzdatniania wody. Struktura najczęściej spotykanych toksyn sinicowych – mikrocystyn sprawia, że uważane są za niezwykle trwałe związki. W warunkach naturalnych ulegają one rozkładowi, jednak proces ten jest bardzo powolny. Obecnie stosowane metody degradacji mikrocystyn, do których zaliczyć można koagulację czy filtrację, nie dają pożądanych efektów. W związku z tym cały czas trwają badania w celu uzyskania metod, które pozwolą zapewnić odpowiedni poziom bezpieczeństwa [WHO 1998]. Podsumowując, silne działanie toksyczne, kancerogenne, jakie wykazują toksyny sinicowe sprawia, że zachodzi konieczność kontrolowania zbiorników wodnych na świecie, przeprowadzania analiz wody (zwłaszcza pitnej), a tym samym oznaczania zawartości toksyn sinicowych.

W związku z zagrożeniem wynikającym z występowania mikrocystyn w wodzie pitnej w 1998 roku Światowa Organizacja Zdrowia (WHO) wprowadziła zalecenie dotyczące maksymalnego dopuszczalnego stężenia MC-LR w wodzie pitnej, które nie powinno przekraczać 1 μg/dm³ [Nagai 1996]. W zaleceniu tym zwraca się uwagę, że norma sporządzona została jedynie dla MC-LR ze względu na brak danych oraz badań toksyczności na temat innych mikrocystyn [Nagai 1996]. W interpretacji normy WHO Chorus i Bartram zwrócili uwagę, że w praktyce powinno znaleźć zastosowanie ilościowe oznaczanie wszystkich mikrocystyn jako ekwiwalentów MC-LR.

6. Metodyki oraz techniki analizy cyjanotoksyn

Trudno wyodrębnić jedną uniwersalną technikę oznaczania mikrocystyn w wodzie, nie ma dokładnej metody pozwalającej na określenie stężenia toksyn w ekwiwalentach toksyczności dla mikrocystyny LR przy występowaniu złożonych mieszanin mikrocystyn w wodzie. Do każdej z technik należy sporządzić założenia pozwalające uzyskać wynik w ekwiwalentach toksyczności. Niezależnie od metody, muszą być spełnione następujące kryteria:

• toksyna musi być jednoznacznie zidentyfikowana;
• dla konkretnej toksyny musi być dostępny standard analityczny pozwalający dokładnie określić stężenie;
• wartość toksyczności ostrej LD50 musi być określona, aby można było obliczyć stężenie w ekwiwalentach toksyczności.

Wszystkie metody mają ograniczenia, jednak techniką obecnie najszerzej stosowaną jest technika HPLC z matrycą diod fotodiodowych (PDA) lub detekcja widm masowych. Generalnie obecność toksyn sinicowych wykrywana jest zarówno z pomocą technik analitycznych jak i testów biologicznych. Możemy wyróżnić trzy etapy analizy:

1.   Uwalnianie cyjanotoksyn.

• Pierwsza metoda obejmuje ekstrakcję odwirowanej próbki, zawierającej hodowane cyjanobakterie, za pomocą metanolu. Po każdym wirowaniu zbierane są ekstrakty, które łączy się i odparowuje do sucha.
• Druga metoda przebiega analogicznie jak pierwsza, z tą różnicą, iż do ekstrakcji wykorzystywany jest kwas octowy.
• W trzeciej metodzie do odwirowanej próbki dodawana jest woda. Roztwór gotuje się w kuchence mikrofalowej, a następnie odwirowuje. Proces powtarza się dwukrotnie, po każdym wirowaniu zbierając ekstrakty, które po połączeniu poddaje się liofilizacji.
• W metodzie czwartej ekstrakcję przeprowadza się za pomocą CH₃OH oraz TFA. Następnie próbkę poddaje się odwirowaniu i zbiera się ekstrakt. Osad poddaje się ponownej ekstrakcji zgodnie z tą samą procedurą. Ekstrakty łączy się i odparowuje do sucha.
• W kolejnej metodzie do odwirowanej próbki dodaje się CH₃OH. Tak przygotowany roztwór poddaje się działaniu ultradźwięków. Osad ponownie ekstrahuje się zgodnie z tą samą procedurą. Supernatanty łączy się, odparowuje do sucha.
• W metodzie szóstej do odwirowanej próbki dodaje się wodę, tak przygotowaną próbkę inkubuje się początkowo w ciekłym azocie, a następnie w ogrzanej łaźni wodnej. Ekstrakt odwirowuje się, a zebrane supernatanty łączy się i poddaje procesowi liofilizacji.
• Ostatnia metoda polega na dodaniu do próbki wody. Próbkę poddaje się działaniu ultradźwięków. Osad ponownie się ekstrahuje. Połączone ekstrakty liofilizujemy [Stewart 2008].

2.   Zatężanie próbki z wykorzystaniem ekstrakcji do fazy stałej – SPE.

3.  Metody fizykochemiczne.

• Wysokosprawna chromatografia cieczowa (HPLC). Przy pomocy tej techniki można oddzielić większość mikrocystyn, a wykrywanie PDA jest względnie wiarygodne do identyfikacji pików chromatograficznych jako mikrocystyn na podstawie ich widm. Jednakże identyfikacja oparta włącznie na czasach retencji może być podatna na błędy. Potwierdzenie uzyskuje się poprzez porównanie z dostępnymi standardami. Jest to główna przeszkoda, gdyż ilość certyfikowanych standardów mikrocystyn na rynku jest ograniczona. Niemniej jednak metoda ta stosowana jest do rutynowych badań monitorujących. W sytuacji, w której niedostępne są normy toksyczności lub nieznany jest rodzaj mikrocystyny dokonuje się oszacowania stężenia w porównaniu z mikrocystyną LR jako standardowi analitycznemu. Założono, że poszczególne rodzaje mikrocystyn mają podobne reakcje z detekcją PDA. W tym przypadku możliwe jest przeszacowanie wyniku w związku z faktem, że mikrocystyna LR jest najbardziej ostrą toksycznie mikrocystyną.
• Chromatografia cieczowa – spektometria masowa (LC-MS). Spektometria mas jako technika wykrywania po chromatograficznym rozdzielaniu cieczy oferuje lepsze sposoby identyfikacji oddzielnych składników jako mikrocystyn, a w przypadku MS/ MS, możliwe jest zidentyfikowanie konkretnych związków, dla których brak opublikowanych widm. Technika ta obecnie nie jest szeroko stosowana w rutynowych badaniach ze względu na niedostatecznie rozwinięte metody i koszty sprzętu. Dostępność standardów ma w przypadku tej metody większe znaczenie, gdyż poziom prądu jonowego jest przypisany konkretnej mikrocystynie. Nie ma więc możliwości racjonalnie oszacować stężenia w odniesieniu do mikrocystyny LR jak w HPLC-PDA.

4.  Metody biochemiczne.

• Testy immunosorpcyjne związane z enzymem (ELISA). Techniki analityczne oparte na testach immunoenzymatycznych (ELISA) mają wysoką czułość, jednak reaktywność krzyżowa różnych mikrocystyn i nodularyny zależy od podobieństwa struktury chemicznej do mikrocystyny, przeciwko której powstały przeciwciała (ogólnie mikrocystyna LR), a nie toksyczność. Dlatego problem, który należy wziąć pod uwagę przy stosowaniu tych przeciwciał w próbce z nieznaną lub złożoną mieszaniną mikrocystyn jest potencjalnie słaba reakcja z niektórymi składnikami. W zależności zarówno od reaktywności krzyżowej, jak i toksyczności mikrocystyny, testy ELISA mogą przeszacować lub niedoszacować stężenia toksyn pod względem ekwiwalentów toksyczności mikrocystyny LR. Testów ELISA używa się jako narzędzia kontrolnego obecności mikrocystyn w zbiornikach o stałym profilu toksyn.
• Testy hamowania fosfatazy białkowej (PPIA). Test hamowania fosfatazy białkowej jest testem sprawdzającym toksyczność badanej próbki. W metodzie tej wykorzystuje się hepatotoksyczne właściwości mikrocystyn oraz nodularyn. Dotychczasowe badania sugerują, że przy stosowaniu testów PPIA, możliwe jest przeszacowanie wyniku stężenia toksyn [Burch 2001].

7. Metody eliminacji cyjanobakterii ze zbiorników wodnych

Eliminacja cyjanobakterii z biocenozy zbiornika wodnego nie jest łatwa, ze względu na zdolność przystosowania się tych organizmów do życia w zróżnicowanych, często skrajnych warunkach środowiskowych. Ponadto komórki cyjanobakterii mogą produkować formy przetrwalnikowe, które umożliwiają im przeżycie w trudnych warunkach. Mogą one przetrwać w osadach dennych wiele miesięcy, a nawet lat.

Metody rekultywacji jezior, a tym samym eliminacji cyjanobakterii polegają głównie na:

• ograniczeniu dopływu zanieczyszczeń zewnętrznych do zbiornika;
• przeciwdziałaniu nadmiernemu wzrostowi biomasy fitoplanktonu;
• usunięciu ze środowiska niekorzystnych cech i skutków eutrofizacji wód i osadów dennych.

8. Metody rekultywacji zbiorników wodnych

8.1 Metody mechaniczne Selektywne usuwanie wód głębokich (hipolimnionu).

Zwrócono uwagę na fakt, że w wodach hipolimnionu zawartość pierwiastków biogennych jest wyższa niż w warstwie powierzchniowej [Thaler 1995], a więc przeprowadzenie tego zabiegu jest możliwe tylko w jeziorach przepływowych, polega na odprowadzeniu (na zasadzie syfonu) silnie przeżyźnionych wód głębinowych, zamiast samorzutnego odpływu wód powierzchniowych. Proces jest bardzo powolny, korzystne efekty występują po długim czasie stosowania (kilka-kilkanaście lat). Odprowadzane wody hypolimnionu są silnie zanieczyszczone N i P, beztlenowe, zawierające toksyczny siarkowodór i metale ciężkie wymagają specjalnej technologii oczyszczania. Metoda droga i mało skuteczna, dająca niewspółmierny efekt pozytywny w porównaniu z czasem koniecznym do zastosowania metody.

Sztuczne napowietrzanie jezior.

Metoda bardzo energochłonna, przez co bardzo kosztowna. Efektywność napowietrzania i poprawa jakości ekologicznej zbiornika (wzrost jakości wody, poprawa bioróżnorodności, itp.) jest procesem bardzo długim, wieloletnim. Zaprzestanie napowietrzania powoduje bardzo szybkie pogorszenie jakości ekologicznej zbiornika do stanu pierwotnego.

Usuwanie osadów dennych (bagrowanie).

Metoda bardzo droga. Konieczność składowania osadów i ich kompostowania (kosztowne, niebezpieczne dla środowiska). Katastrofa ekologiczna dla zbiornika; wraz z osadami usuwa się mikro i makroorganizmy bentosowe. Duża mętność wody, prowadząca do braku fotosyntezy glonów, a w konsekwencji brak tlenu powodującego przyduchę i masowe śnięcie ryb. Nieprzewidywalne skutki bagrowania dla funkcjonowania zbiornika i jakości jego wód. Klarowanie wody trwa wiele miesięcy, w tym okresie jezioro nie spełnia żadnych funkcji gospodarczych i rekreacyjnych. Ustabilizowanie się jeziora jest okresem bardzo długim, kilkuletnim.

8.2. Metody chemiczne

Inaktywacja fosforu.

Wytrącenie fosforu mineralnego (ortofosforanowego) z wody i/lub wody interstycjalnej osadów dennych przez chemiczne koagulanty.

W zależności od zastosowanego koagulantu wytrącony na powierzchnię osadów dennych fosfor mineralny jest krócej lub dłużej immobilizowany i niedostępny biologicznie. Najczęściej stosowane są koagulanty oparte na wiązaniu fosforu mineralnego przez związki żelaza (PIX) lub aluminium (PAX). Wytrącone z wody i osadzone na powierzchni dna kompleksy fosforu z żelazem lub aluminium są nierozpuszczalne i stabilne wyłącznie w środowisku dobrze natlenionym. Stają się rozpuszczalne w odtlenionych środowiskach i ponownie uwalniają fosfor do wody i osadów dennych. Innym koagulantem do inaktywacji fosforu jest preparat oparty na naturalnej glince kaolinicie wzbogaconej w lantan. Połączenie fosforu mineralnego z lantanem jest bardzo trwałe i nie zależy od stopnia natlenienia środowiska.

8.3. Metody biologiczne

Oparte na ekologicznych prawach funkcjonowania ekosystemów wodnych są stosunkowo mało inwazyjne. Wykorzystują naturalne właściwości i interakcje międzygatunkowe, dając dosyć długotrwały efekt końcowy.

Bioremediacja mikrobiologiczna.

Technologia oparta na wykorzystywaniu naturalnych właściwości degradatywnych specjalnie dobranych zespołów mikroorganizmów o dużym potencjale biochemicznometabolicznym do rozkładu i wykorzystywania substancji organicznych. Działa zarówno na degradację zanieczyszczeń w wodzie jak i w osadach dennych, jest nieinwazyjna i bezpieczna dla środowiska. Oparta na procesach i interakcjach mikrobiologicznych w ekosystemie.

Biomanipulacja.

Biomanipulacja charakteryzuje się stworzeniem optymalnych warunków życia dla wioślarek. Organizmy z rodzaju Daphnia w sposób naturalny ograniczają nadmierny rozwój fitoplanktonu. Efekt ten można również uzyskać poprzez odpowiednią zmianę ilościową gatunków ryb oraz wprowadzenie do ekosystemu gatunków drapieżnych. Podstawą sukcesu omawianej metody jest stworzenie i utrzymanie odpowiednich warunków rozrodczych dla ichtofauny, a także przestrzeganie właściwych limitów połowów [Horppila 1998]. Wybór gatunku drapieżnego uwarunkowany jest typem zbiornika. Zazwyczaj wykorzystywane są szczupaki Esox lucius i sandacze Sander lucioperca [Drenner 1999]. Uzyskany efekt rekultywacji jest trudny do przewidzenia. Pomimo, że poprawa struktury troficznej następuje w krótkim czasie, długotrwały efekt będzie niekorzystny, jeżeli nie dojdzie do naturalnego rozrodu drapieżników.

Biostruktury.

Biostruktury są to odpowiednio uformowane podłoża, wykonane z tworzywa sztucznego, których zakładanym celem jest poprawa jakości wody, poprzez rozwój peryfitonu. Wyróżniono dwa typy oddziaływań danych struktur – mechaniczno-fizyczne oraz biologiczne. Pierwszy z przypadków dotyczy podłoża absorbującego różne cząstki, takie jak np. rozpuszczone związki organiczne. W drugim na powierzchni struktury dochodzi do zagęszczenia materii organicznej i namnażania bakterii. Na powstałej błonie biologicznej zachodzą procesy umożliwiające eliminację rozpuszczonych w wodzie związków biogennych [Chmist 2016]. Wieloletnie obserwacje dowiodły jednak, że stosowane biostruktury nasilały zakwity glonów oraz spełniły rolę wysp zasiedlanych przez ptaki, skutkiem czego jest dodatkowe obciążenie jeziora.

9. Usuwanie mikrocystyn podczas procesu uzdatniania wody w systemie produkcyjno-wodociągowym

Usuwanie sinic i ich toksyn podczas procesu uzdatniania wody jest procesem wymagającym specjalnych procedur postępowania, podobnie jak w przypadku wystąpienia wód powodziowych. Stosowanie dodatkowych procesów podczas uzdatniania wody (sorpcja na aktywnym węglu pylistym i utlenianie chemiczne ozonem), pozwala na uzyskanie całko- witej efektywności usuwania toksyn po procesie ozonowania w granicach 79,9÷88,5%. Przegląd skuteczności procesów technologicznych w uzdatnianiu wody przedstawiono w tab. 2.

10. Podsumowanie

Toksyny sinicowe występują powszechnie na świecie. W około 60÷90% zakwitów sinicowych występujących w zbiornikach wodnych na świecie wykazano obecność mikrocystyn. Doniesienia literaturowe potwierdzają, że najczęściej występującą toksyną sinicową jest mikrocystyna LR. Jednakże w różnych rejonach świata obserwuje się dominację innych form mikrocystyn.

Mimo powszechności występowania, stan wiedzy o mechanizmach wytwarzania i działania toksyn sinicowych jest niepełny.

Nie ma też skutecznego i niepowodującego ubocznych zagrożeń sposobu umożliwiającego usuwanie sinic ze zbiorników wodnych. Obecnie trwają badania nad opracowaniem i wdrożeniem takich metod. Duże nadzieje budzi podejście biotechnologiczne, uwzględniające m.in. wykorzystanie białek wytwarzanych przez niektóre bakterie, a mogących w skuteczny sposób powodować degradację toksyn produkowanych przez sinice. Nie możemy też zapominać o możliwościach wykorzystania cyjanobakterii w medycynie i innych dziadzinach nauki.

Z drugiej jednak strony, ponad 50% morskich szczepów sinic wytwarza związki biologicznie czynne. Są bogate w aminokwasy, witaminy z grupy B, witaminę E, β-karoten, żelazo, wapń, a także:

• wykazują aktywność przeciwko HIV (Lyngbya lagerhaimanii i Phormidium tenue);
• wykazują aktywność przeciwno- wotworową substancje zabijające komórki nowotworowe poprzez wywołanie apoptozy;
• Scytonemina – ma właściwości przeciwzapalne i bakteriostatyczne, jest pigmentem zewnętrznych osłonek sinicy Stigonema spp., który chroni je przed promienia- mi słonecznymi;
• są potencjalnym producentem substancji zwalczających takie choroby jak astma, artretyzm, cukrzyca i inne;
• neurotoksyny znajdują zastosowanie w kosmetologii, przy zwalczaniu zmarszczek;
• mogą służyć jako bioindykatory w oszacowaniu zanieczyszczenia środowiska metalami ciężkimi;
• mogą pomagać w utylizacji ścieków komunalnych i przemysłowych, być stosowane jako bionawóz, karma dla zwierząt;
• sinice podczas procesu wiązania azotu wydzielają do środowiska związki azotowe (aminokwasy i peptydy). Fakt ten został wykorzystany przez niektóre rośliny, które dzięki temu wchodzą z sinicami w symbiozę (np. rośliny okrytozalążkowe, wątrobowce, zielenice, grzyby tworząc porosty).

Powyższe fakty dowodzą potrzeby rozwoju badań nad cyjanobakteriami i ich wpływem na środowisko oraz możliwościami ich komercyjnego wykorzystania.

11. Literatura

[1] Bourke A.T.C. et al., (1983) An outbreak of hepato-enteritis (the Palm Island mysterydisease) possibly caused by algal intoxication. Toxicon. 21,45-48.

[2] Buratti F. et al. (2017),Cyanotoxins: producing organisms, occurrence, toxicity, mechanism of action and human health toxicological risk evaluation. Springer-Verlag Berlin Heidelberg.

[3] Carmichael W.W. (2001) Health effects of toxin-producing cyanobacteria, The Cyano Habs. Hum. Ecol. Risk Assessement. 7, 1393-1407.

[4] Codd G.A., et al., (2005) From mass mortalities to management measures. In: Harmful cyanobacteria (Huisman J, Matthijs HCP, Visser PM, eds); 1-23.

[5] Chiswell R.K., et al., (1999) Stability of cylindrospermopsin, the toxin from the cyanobacterium. Cylindrospermopsis raciborskii, effect of pH, temperature and sunlight on decomposition. Environ.Toxicol. 14, 155-161.

[6] Chmist, J., Hämmerling, M. (2016). Selecting the most effective method of recultivation of water reservoirs using the AHP metod. Acta. Sci. Pol., Formatio Circumiectus, 15(2), 27–39.

[7] Chorus I. Bartram J. (1999) Toxic Cyanobacteria in Water, a guide to their public health consequences monitoring and management. Spoon Press.

[8] Chorus I. et al. (2000) Health risks caused by freshwater cyanobacteria in recreational waters. Toxicol. Environ. Health Part B. 3, 323-347.

[9] Cox P. A., Banack S. A., Murch S. J., (2003). Biomagnification of cyanobacterial neurotoxins and neurodegenerative disease among theChamorro people of Guam. Proceedings of National Academy of Science, 100 (23), 13380–13383.

[10] Drenner, W., Hambright, K. T. (1999). Biomanipulation of fish assemblages as a lake restoration technique. Archiv für Hydrobiologie, 146, 2: 129–165.

[11] Duy T.N. et al, (2000) Toxicology and risk assessment of freshwater cyano-bacterial (bluegreen algal) toxins in water. Rev. Environ. Contam. Toxicol., 163, 113 –186.

[12] Ernst B. et al. (2008): Investigations on the impact of toxic cyanobacteria on fish as exemplified by the coregonids in lake Ammersee.

[13] Falconer I.R., Humpage A.R., (1996). Tumour promotion by cyanobacterial toxins. Phycologia, 35 (Supl. 6), 74–79.

[14] Funari E., Manganelli M., Sinisi L. (2012) Impact of climate change on waterborne diseases. Ann Ist Super Sanitŕ 48(4):473–487.

[15] Haque F. et al., (2017) Extraction and applications of cyanotoxins and other cyanobacterial secondary metabolites, 164-175.

[16] Horppila J. et al. (1998) Top-down or bottomup effects by fish: issues of concern in biomanipulation of lakes. Restorat. Ecol., 6, 1, 20–28.

[17] Ito E. Satake M., Yasumoto T. (1996) Pa- thological effects of lyngbyatoxin A uponmice. Toxicon. 40, 2002, 551-556.

[18] Jonasson S. et al. (2010) Transfer of a cyanobacterial neurotoxin within a temperate aquatic ecosystem suggests pathways for human exposure. Proceedings of National Academy of Science.

[19] Jurczak T. Tarczyńska M., Meriluoto J. (2003) Występowanie i różnorodność hepatotoksyn sinicowych.Materiały konferencyjne „Mikrozanieczyszczenia w środowisku człowieka”, 50-59.

[20] Kondo F. et al. (1992)., Separation and identification of microcystins in cyanobacteria by frit-fast atom bombardment liquid chromatography/mass spectrometry. Toxicon, 1992, 30, 227-237.

[21] Kondo F.et al. (2002): Determination of microcystins in lake water using reusable immunoaffinity column. Toxicon, 40, 893-899.

[22] Kankaanpaa H. et al. (2009) Productionand sedimentation of peptide toxins nodularin-R and microcystin-LR in the northern Baltic Sea, Environ. Pollution, 157 (157),1301–1309.

[23] Krawczyk B., Szczukocki D. (2016), Cyjanobakterie – sprzymierzeńcy czy wrogowie?, Uniwersytet Łódzki, Wydział Chemii Katedra Chemii Nieorganicznej i Analitycznej Pracownia Zagrożeń Środowiska.

[24] Kurmayer R., Christiansen G., (2009). The genetic basis of toxin production in Cyanobacteria. Freshwater Review, 2 (1), 31–50.

[25] Llewellyn L.E., (2006), Saxitoxin, a toxic marine natural product that targets a multitude of receptors. Nat. Prod. rep. 23, 200-222.

[26] Mazur-Marzec H. et al. (2006). Toxic Nodularia spumigena blooms in the coastal waters of the Gulf of Gdańsk: a ten-year survey. Oceanologia, 48 (2), 255–273.

[27] McGregor G.B. et al. (2012) First report of a toxic Nodularia spumigena (Nostocales/Cyanobacteria) bloom in sub-tropical Australia. I. Phycological and public health investigations. Int J Environ Res Public Health 9(7):2396–2411.

[28] Msagati T.A.M., Siame B.A. i Shushu D.D. (2006) Evaluation of methods for the isolation, detection and quantification of cyanobacterial hepatotoxins. Aquat. To- xicol., 78, 382-397.

[29] Nagai H. Yasumoto Y., Hokama Y. Aplysiatoxin and debromoaplysiatoxin as the causative agents of a red alga Gracilaria coronopifolia poisoning in Hawaii. Toxicon. 37, 753-761.

[30] Namikoshi M., et al. (2003) Simultaneous production of homoanatoxin-a, anatoxina and a new non-toxic 4-hydroxyhomoanatoxin-a by the cyanobacterium Raphidiopsis mediterranea Skuja. Toxicon. 42, 533-538.

[31] Ohta T. et al. (1994) Nodularin, a potetInhibitor of protein phosphatases 1 and 2A, is a new environmental carcinogen in male F344 rat liver. Cancer Research, 54 (24), 6402–6406.

[32] Ohtani I. Moore R.E., Runnegar M.T.C. (1992) Cylindrospermopsin: a potent hepatotoxin from the blue-green alga Cylindrospermopsis raciborskii. J. Am. Chem. Soc. 114, 7941-7942.

[33] Oren A. (2011) Cyanobacterial systematics and nomenclature as featured in the International Bulletin of Bacteriological Nomenclature and Taxonomy. Int. J. Syst. Evol. Microbiol. 61, 10-15.

[34] Paerl H.W., Otten T.G. (2013) Blooms Bite the Hand That Feeds Them. Science 342(6157):433–434.

[35] Poon G.K. et al. (1993): Liquid chroma- tography electrospray ionization-mass spectrometry of cyanobacterial toxins. J. Chromatogr., 628, 215-233.

[36] Rapala J., et al. (2005), First report of saxitoxin in Finnish Lakes and possible associated effects on human health. Envrion Toxicol. 3, 331-340.

[37] Rellan S., et al. (2009) First detection of anatoxin-a in humand and animal dietary supplements containing cyanobacteria. Food Chem. Toxicol. 47, 2189-2195.

[38] Repka S. et al. (2004) Associations of cyanobacterial toxin, nodularin, with environmental factors and zooplankton in the Baltic Sea. Microbial Ecology, 47, 350–358.

[39] Runnegar M.T. et al. (1995), Inhibition of reduced glutathione synthesis by cyanobacterial alkaloid cylindrospermopsin in cultured rathepatocytes. Biochem. Pharmacol. 49, 219–225.

[40] Seckbach J. (2007) Algae and cyanobacteria in extreme environments. Springer, Dordrecht, Holandia, 661–683.

[41] Sipi V.O. et al., (2001) Time-dependent accumulation of cyanobacterial hepatotoxins in flounders (Platichthys f lesus) and mussels (Mytilus edulis) from the Northern Baltic Sea. Environ. Toxicol. 16, 330–336.

[42] Sivonen K., et al. (1989) Occurrence of the hepatotoxic cyanobacterium Nodularia spumigena in the Baltic Sea and structure of the toxin. Applied Environmental Microbiology, 55 (8), 1990–1995.

[43] Stewart I. et al., (2008) Cyanobateria and cyanobacterial toxins. Oceans and human health:risks and remedies.from the seas. Academic Press, 271–296.

[44] Sutryk K. Mazur-Marzec H. (2012) Toksyczne zakwity cyjanobakterii w Morzu Bałtyckim. Gdańsk.

[45] Tandeau de Marsac N., (2000) Toxic cyanobacteria in water consequences on health, preventive and remedial measures. Conf. Proc. „Water, Microbes and Health”.

[46] Thaler B. D. (1995), Restoration of a small meromictic lake: Effect on water chemistry and stratification, Limnologica 25 (3-4), 193–210.

[47] Van Buynder P. G. et al., (2001)Nodularin uptake by seafood during a cyanobacterial bloom. Environ.Toxicol.16, 468-471.

[48] Ward.K,(2013) Cyanobacteria & Cyanotoxins: Recent Progress Toward Understanding Impacts on Water Quality, Division of Water Quality State Water Resources Control Board.

[49] Westhuizen A.J., Elof J.N. (1983). Efect of temperature and light on the toxicity and growth of the blue-green alga Microcystis aeruginosa(UV-006). Planta 163(1), 55-59.

[50] Wiegand, C. and Pflugmacher, S.(2005): Ecotoxicological effects of selected cyanobacterial secondary metabolites – A short review. Toxicol Appl. Pharm, 203, 201-218.

dr Sławomir Kaczmarek, mgr Michał Nowakowski, dr Przemysław Andrzejewski

Uniwersytet im A. Mickiewicza, Wydział Chemii, Zakład Technologii Uzdatniania Wody

dr Robert Wolski

Uniwersytet im A. Mickiewicza, Wydział Chemii, Zakład Dydaktyki Chemii

…

Źródło: Technologia Wody 4/2019